|
مقدمه
نخاع یکی از اجزای اصلی دستگاه عصبی مرکزی مهره داران به طول 45-42
سانتی متر است که در ستون مهره ها قرار گرفته و مسئول انتقال پیامهای
حسی و حرکتی بین مغز و سایر نواحی بدن می باشد.
31 جفت عصب از نخاع خارج می شوند که رشته های عصبی شکمی پیام های حرکتی
را از مغز به ماهیچه های اسکلتی رسانده و رشته های پشتی پیامهای حسی را
از پوست ماهیچه و مفاصل به مغز منتقل می کنند.
بخش داخلی نخاع از ماده خاکستری شبه پروانه و بخش بیرونی آن از ماده
سفید تشکیل شده است. ماده خاکستری حاوی نورونها، زوائد آنها و سلول های
پشتیبان گلیال و ماده سفید حاوی رشته های عصبی آوران و وابران و
سلولهای گلیال می باشد و به خاطر غلاف میلین سفید رنگ بنظر می رسد. سه
پرده مننژ سخت شامه، آراکنوئید و نرم شامه طناب نخاعی را پوشانده و از
آن حفاظت می-کنند(1).
ضایعات نخاعی یکی از شدیدترین معلولیت هاست است که تاثیر زیادی روی
زندگی فرد گذاشته و وی را تا آخر عمر دچار محدودیت وسیعی میکند.
تنها در کشور آمریکا بیش از دویست هزار فرد مبتلا به ضایعه نخاعی وجود
دارد و هرسال بین 11000-10000 مورد جدید به آنها افزوده می شود(2).
میزان وقوع سالانه این تروما بین 40-15 مورد به ازای هریک میلیون نفر
در سراسر دنیا تخمین زده میشود(2). در کشور ما نیز حدود 2000 جانباز
ضایعه نخاعی ناشی از جنگ هشت ساله و بیش از 15000 فرد ضایعه نخاعی
شناخته شده وجود دارد(3). بیشترین علل بروز ضایعه نخاعی شامل سوانح
رانندگی و ورزشی، خشونت و مجروحیتهای جنگی، پرت شدن از بلندی، برخی
بیماریها و مداخله پزشکان است و بیشترین قربانیان از افراد جوان
هستند(2).
عوارض ضایعه نخاعی شامل قطع کامل (یا نسبی) حس و حرکت زیر ناحیه آسیب
دیده است که منجر به ناتوانی در راه رفتن، تخلیه غیرارادی مثانه و روده
و ناباروری می شود.
البته هرچه محل ضایعه بالاتر بوده و یا شدت آن بیشتر باشد عوارض آن هم
وسیع تر است و محدودیت بیشتری(همچون پاراپلژی کامل) را برای فرد ایجاد
میکند.
افزایش اسپاسم عضلانی، شوک Autonomic dysreflexia و ایجاد و توسعه حفره
در محل ضایعه بنام Syringomyelia از دیگر عوارض این ضایعه میباشد(4).
این معلولیت به همین سطح محدود نشده و از عوارض دراز مدت آن بروز
مشکلات و معلولیت های ثانویه از قبیل زخم بستر، عفونت در دستگاه ادراری
و تنفسی، نارسایی و از کار افتادن کلیه ها، پوکی استخوان و ... شده و
هزینه های مادی و فشار روانی زیادی را روی دوش خانواده و جامعه تحمیل
می کند.
آسیب های ترومایی عمدتا باعث خم شدگی، کشیدگی، چرخش و تحمیل فشار روی
نخاع می شوند. ندرتاً آسیب های مستقیم که از ستون مهره ها عبور کرده و
بدرون نخاع نفوذ کنند باعث ایجاد زخم، بریدگی و له شدگی نخاع می شوند.
آسیب های اولیه مکانیکی بوده و باعث هموراژی مرکزی و نکروز در ماده
خاکستری، از بین رفتن رشته های آوران و وابران ماده سفید و یا در موارد
کمتر تخریب و مرگ سلول ها می شود.
به دنبال آسیب مکانیکی آسیب زیستی شروع می شود. تخریب نورونها، تولید
رادیکالهای آزاد، حذف غلاف میلین، افزایش غلظت گلوتامات، کاهش سطح
cAMP، مرگ آپوپتوزی و ایجاد اسکار گلیال از نشانه های آسیب بیولوژیک
است که ممکن است تا ماهها ادامه یابد و سبب تحلیل بیشتر و تشدید ضایعه
شود(4, 5).
پس از ضایعه بیان ژنهایی مانند نوروتروفینها، نوروترانسمیترها و گیرنده
های آنها کاهش می یابد که این به ضرر ترمیم نورونها است(4).
با شروع پاسخ بیولوژیک، سیتوکینها ترشح شده و التهاب ایجاد می شود.
سلولهای شوان به فاصله کوتاهی به همراه نوتورفیلها، لمفوسیتها و
ماکروفاژها به محل ضایعه رفته و با فعالیت ضدالتهابی و سیتوتوکسیک خود
سبب پیشرفت ضایعه و بروز آسیب ثانویه می شوند(6).
اخیراً نشان داده شده که ممکن است برخی از سلولهای بنیادی و سلولهای
اجدادی (progenitor) حاضر در اپندیم فراخوانده شده و با افزایش قدرت
تکثیر تا حدودی آسیب را بهبود ببخشند(7). البته تکثیر سلولها همیشه
منجر به ترمیم عملکرد نخاع نمیشود و گاهی تنها حفره ایجاد شده را پُر
می کند(5).
آکسون های آسیب دیده نخاعی توان ترمیم و بازسازی خود را تا حدودی دارا
هستند. اما حداکثر رشد آکسون حدود یک میلی متر است و این ترمیم نیز
آنقدر نیست که نتیجه عملکردی و بهبودی رضایت بخشی داشته باشد(8, 9).
تشکیل اسکار گلیال، فقدان علائم تحریک کننده رشد مانند semaphorin و
epherin و در عوض وجود سیگنالهای مهارکننده همچون اجزای غلاف میلین
(nogo-A و MAG) از جمله عوامل بازدارنده رشد آکسون هستند(9).
با توجه به وسعت معلولیت ناشی از آسیب های نخاعی و افزایش روز افزون
مبتلایان به آن تلاش های زیادی برای ترمیم این ضایعه انجام شده است. از
جمله راهکارهای ترمیم نخاع پیوند بافت جنینی، سلولهای شوان(6)، سلولهای
غلاف ساز بویایی(10) و سلول های بنیادی جنینی، مغز استخوان و سلولهای
بنیادی عصبی را میتوان نام برد(9, 11-14). در مواردی از ژن درمانی و
وارد نمودن ژنهای موثر در ترمیم از قبیل NGF, BDNF, NT-3 به درون
سلولهای تمایزیافته (مانند فیبروبلاست) یا سلولهای بنیادی استفاده شده
است(15-18).
از آنجا در ضایعات نخاعی بیش از یک نوع سلول از بین میرود(هم انواع
نورونها و هم سلولهای پشتیبان مانند گلیاها)، برای ترمیم آن باید از
روشهایی استفاده کرد که بتواند همه سلولهای آسیب دیده را بازسازی کند.
این امر با توجه به وجود میلیونها (حدود 20 میلیون)رشته عصبی که از
نخاع عبور می کنند کار دشواری است. چراکه ممکن است یک آکسون آسیب دیده
باشد، اما جسم سلولی آن در فاصله دورتری سالم باشد. علاوه براین اتصال
مجدد و صحیح همه آکسونها تقریبا غیرممکن است(8).
ترمیم ضایعات نخاعی در مقایسه با بیماری مانند پارکینسون که در آن تنها
نورونهای دوپامینرژیک آنهم در ناحیه محدودی از مغز آسیب می بینند،
بسیار دشوارتر است. لذا برای ترمیم آسیبهای نخاعی پروتوکولهای ترکیبی
با هدف حفظ نورونهای باقیمانده و ممانعت از آسیب بیشتر، جایگزینی
سلولهای مرده با سلول جدید، تحریک رشد آکسونها و کاهش اسکار گلیال،
تامین فاکتورهای رشد و توانبخشی توصیه می شود(8, 12, 19).
یکی از راهکارهای پیشنهادی برای ترمیم آکسونها افزایش سطح درون سلولی
cAMP به روشهای مختلف است تا به کمک آن بتوان بر موانع رشد آکسون همچون
پروتئینهای همراه میلین غلبه کرد(20). سلولهای بنیادی با قدرت تکثیر
بالا و امکان دستکاری ژنتیکی کاندیدای بهتری نسبت به سلولهای تمایز
یافته برای درمان ضایعات عصبی هستند.
این سلول ها میتوانند ضمن تمایز به انواع سلول های نورون، آستروسیت و
الیگودندروسیت جایگزین سلولهای آسیب دیده شده و با ترشح فاکتورهای رشد
موجب حفظ نورونها و ترمیم آکسونها و غلاف میلین شوند(13, 14, 21).
همچنین با وارد نمودن ژنهای نوروتروفین که تحت یک پروموتر القایی قوی
قرار داده شده است میتوان هم فاکتورهای رشد مورد نیاز برای ترمیم آکسون
را تامین کرد و هم با افزایش سطح cAMP بر موانع رشد آکسون غلبه نمود.
نوروتروفین ها خانواده ای از فاکتورهای رشد عصبی هستند که در تنظيم
رشد، تمايز و بقاء سلولهاي عصبي نقش هاي مهمي دارند. از جمله اعضاء اين
خانواده مي توان به NGF, BDNF و NT-3 اشاره کرد. یکی از مکانیسم های
اثر نوروتروفین ها افزایش سطح درون سلولی cAMP است(22). بنابراین با
افزایش بیان این فاکتورها به صورت تتظیم شونده میتوان به اهداف فوق
رسید.
هرگونه تلاش برای بهبودی و کاهش عوارض و معلولیت حاصل از آسیب های
نخاعی مورد توجه بخش عمده ای از جامعه اعم افراد معلول و خانواده آنها
و همچنین تیم پزشکان و محققین این زمینه می باشد.
از این بین سلولهای بنیادی جنینی به دلیل دشواری جداسازی و کشت، احتمال
ردّ پس از پیوند و ملاحظات اخلاقی، کمتر مورد توجه هستند. سلولهای
بنیادی بزرگسال منبع مناسب تری برای این کار هستند. دندان عقل افراد
بزرگسال منبعی از سلولهای بنیادی است که براحتی بدست آمده و دور ریخته
می شوند. سلولهای بنیادی پالپ دندان را میتوان براحتی کشت و تمایز داده
و به خود فرد دهنده دندان و یا بستگان درجه یک یپوند زد. در این صورت
مشکلات ردّ پیوند توسط سیستم ایمنی و مخالفتهای اخلاقی با استفاده از
این سلولها هم کمتر می شود.
سلولهای بنیادی
تابه حال تلاش های فراوانی برای ترمیم ضایعات نخاعی به کمک انواع سلول
های بنیادی انجام شده است. در این تلاش ها از سلولهای غلاف-ساز بویایی،
سلول های بنیادی جنینی، بندناف، مغزاستخوان و سلولهای بنیادی عصبی
استفاده شده است(10-14, 21, 23, 24). از سلول های غیربنیادی می توان از
سلول های شوان نام برد.
شوان سلولی تمایز یافته در سیستم عصبی محیطی است که وظیفه ساخت غلاف
میلین بر روی نورون ها را به عهده دارد. از این سلولها می توان در
جلوگیری از از دست رفتن بافت نخاع و رشد آکسون و ترمیم نسبی غلاف میلین
استفاده کرد.
البته اگر همراه با پیوند این سلول ها از فاکتورهای رشد نوروتروفین و
داروهای ضد التهاب استفاده شود بازدهی ترمیم بالاتر می رود. اما چون
این سلول قدرت تکثیر زیادی ندارد تنها می تواند غلاف میلین را به صورت
محدود ترمیم کند و لذا کاندیدای مناسبی برای ترمیم ضایعات نخاعی نبوده
و بیشتر برای درمان بیماری های غلاف میلین مانند لوکودیستروفی و MS
مناسب است. همچنین این سلول ها بدلیل عدم
عبور از اسکار گلیال توانایی تشکیل سیناپس جدید بویژه برای نورونهای
حرکتی را ندارند(6, 11).
از جمله سلولهای بنیادی که برای ترمیم ضایعات نخاعی استفاده شده است
سلولهای پایه عصبی است. این سلولها در نواحی محدودی از مغز همچون
subventricular zone, dentate gyrus و زیر هیپوکامپ قرار دارند. اما
اگر بتوان آنها را استخراج نمود توان تمایز به انواع سلولهای عصبی را
دارند.
برخی محققین ابتدا ژنهای مفید برای ترمیم نخاع و آکسون
های آسیب دیده (مانند نوروتروفین ها) را وارد این سلولها کرده و
سپس به محل ضایعه پیوند زده اند تا با ترشح فاکتورهای رشد مورد نیاز
بازدهی ترمیم شان بالاتر رود(15, 16). هرچند از این سلولها برای ترمیم
آسیب های نخاعی استفاده شده و در مواردی بهبودی رفتاری هم دیده شده
است(11, 25). اما از آنجا جداسازی این سلول
ها در مورد انسان کار بسیار دشواری است لذا سایر منابع سلولی گزینه
بهتری برای تهیه سلول پایه هستند.
سلول های بنیادی جنینی هم به انواع نورون
ها تمایز داده شده و برای ترمیم ضایعات نخاعی و مغزی بکار گرفته
شده اند(13, 14, 21, 26).Lee و همکارانش با رشد سلولهای بنیادی جنینی
روی لایه مغذی سلولهای استرومایی و سپس القاء به کمک رتینوئیک اسید
(RA) و (SHH)sonic hedgehog توانستند نورونهای حرکتی نخاعی ایجاد
کنند(27). Erceg و همکارانش سلولهای بنیادی جنینی را تحت اثر مواد
القاء کننده مختلفی مانند bFGF و RA قرار داده و نتیجه گرفتند رتینوئیک
اسید مسیر تمایز به سمت نورون دپامینرژیک را مهار کرده و به سمت
نورونهای حرکتی نخاعی سوق می دهد(28) Hu و همکارانش اخیراً با ارائه
روش جدیدی با اعمال RA و purmorphamine (به جای SHH) روی سلول های
بنیادی جنینی، طی پنج هفته نورون های حرکتی بدست آوردند که فاکتورهای
رونویسی olig2 و HB9 را بیان می کردند.
این فاکتورها بطور اختصاصی در تمایز نورون های حرکتی وارد می شوند(29).
LI و دیگران نیز با روش مشابهی یعنی جایگزین کردن purmorphamine به جای
SHH توانستند نورونهای حرکتی بدست آورند(30). به علت گران بودن پروتئین
SHH دیگران هم رو به سوی مواد آگونیست SHH آورده اند.
مثلاً Wada و همکارانش هم به جای SHH از SAG استفاده کرده و نورونهای
حرکتی بدست آوردند(31). جالب آنکه همین القاءکننده های RA و SHH توان
تولید نورون حرکتی روی سلولهای بنیادی عصبی را ندارند. این درحالی است
که پروفیل بیان ژن در سلول های بنیادی عصبی و جنینی خیلی شبیه هم است.
گروهی دیگر از محققین با تغییر ژنتیکی سلولهای نخاع جنین رت و وارد
کردن ژنهای Islet1 و HB9 به درون سلولهای پبشرو عصبی سطح بیان ژنهای
Nkx6.1 و Ngn2 را بالا برده و آنها را به سمت نورون های حرکتی تمایز
دادند(32, 33). سلولهای بنیادی جنینی علیرغم پتانسیل بالای تکثیر و
تمایز دچار برخی محدودیت ها هستند. جداسازی سخت و نیازمندی به لقاح
آزمایشگاهی یا همسانه سازی درمانی، احتمال تغییرات ژنتیکی یا اپی
ژنتیکی در اثر کشت در آزمایشگاه، احتمال رد پس از پیوند و ملاحظات
اخلاقی از محدودیتهای سلولهای بنیادی جنینی هستند(13, 14, 21).
سلول های مزانشیمی مغز استخوان یکی از منابع
با ارزش سلولهای پایه بزرگسال است که برای درمان ضایعات نخاعی استفاده
شده اند(34-38). برخی محققین سلولهای مزانشیمی مغز استخوان را مستقیماً
به محل ضایعه پیوند زده و دیگران ابتدا در آزمایشگاه به سمت سلول عصبی
تمایز داده و سپس آنرا پیوند زده اند. درهر صورت این سلولها توانسته
اند در بازسازی غلاف میلین و آکسونهای آسیب دیده نیز تا حدی مشارکت
کنند(34-38). اما کماکان توانایی عبور از اسکار گلیال را نداشته و
بعضاً پس از گذشت چند ماه از پیوند دچار مرگ سلولی شده اند. یکی دیگر
از محدودیت های این سلول آن است که اغلب
افرادی که نخاعشان آسیب دیده است به دلایل متعدد کاندیدای مناسبی برای
دادن نمونه مغز استخوان نیستند. بنابراین باید در بین افراد داوطلب
سالم به دنبال مغز استخوان بود.
سلولهای بنیادی ماتریکس بند ناف یکی دیگر از منابع سلول بنیادی است که
به روش غیرتهاجمی بدست آمده و در حالت عادی دور ریخته می شوند. از این
سلولها نیز برای ترمیم ضایعات نخاعی استفاده شده است(24, 39). Dasari و
همکارانش سلولهای بنیادی خون بند ناف انسان را به محل ضایعه نخاعی در
رت پیوند زده و مشاهده نمودند که این سلولها به انواع نورون، آستروسیت
و اُلیگودندروسیت تمایز نموده و تا حداقل 12 هفته زنده می مانند.
این سلولها
همچنین نوروتورفینهای NT-3 و BDNF را ترشح کرده و در سنتز پروتئین اصلی
میلین و بازسازی غلاف میلین هم کمک نمودند. آزمونهای عملکردی مانند تست
BBB نیز حاکی از بهبودی در حرکت حیوان بود(40). Lim و همکارانش نیز به
این نتیجه رسیدند که افزودن فاکتور رشد BDNF به محیط سلولهای بنیادی
خون بند ناف سبب تسریع در تمایز عصبی آنها و افزایش بقای آنها می
شود(41).
سلولهای بنیادی پالپ دندان انسان هم اولین بار در سال 2000
توسطGronthos و همکارانش معرفی شدند(42). این سلولها نیز از پتانسیل
تکثیر و تمایز بالایی برخوردار هستند. مزیت دیگر این سلولها آن است که
از دندان عقل بدست می آیند که بطور معمول پس از کشیدن دور انداخته می
شود. بنابراین میتوان به راحتی و با روش غیر تهاجمی سلولهای پالپ دندان
را از خود فرد جدا کرد و به خود او پیوند زد. در این صورت مشکلات دفع
پیوند از سوی سیستم ایمنی وجود ندارد. تمایز این سلولها به سمت سلول
شبه عصبی توسط برخی محققین از جمله خود آقای Gronthos و همکارانش انجام
شده است(43). همین تیم تحقیقاتی اخیرا نتایج خود مبنی بر ایجاد نورون
فعال دارای عملکرد از سلولهای بنیادی پالپ دندان انسان منتشر
نمودند(44). همین گروه سلولهای پالپ دندان را به مغز جنین جوجه پیوند
زده و مشاهده نمودند که این سلولها با ترشح ماده CXCL12 آکسونهای عقده
trigeminal را به سوی خود جذب می
نمودند(45).
همچنین اگر این
سلولها به هیپوکامپ مغز موش پیوند زده شوند، موجب تکثیر و تمایز
سلولهای عصبی خود ناحیه هیپوکامپ می شوند(46). Kiraly و همکارانش نیز
با اعمال القاءکننده های مختلفی که مسیر cAMP و PKC را فعال می
کنند توانستند نورونهای فعالی ایجاد کنند که کانالهای سدیم و
پتاسیم وابسته به ولتاژ داشته باشند(47).
این نتایج بر
توانایی بالای سلولهای بنیادی پالپ دندان برای تمایز به سمت نورونهای
دارای عملکرد نشان میدهد. در سال جاری یک گروه ژاپنی مقاله ای را منتشر
کردند که نشان می داد سلولهای بنیادی پالپ دندان در مقایسه با سلولهای
مزانشیمی مغز استخوان یا فیبروبلاست پوست از توانایی بالاتری برای
ترمیم و بهبودی ضایعه نخاعی در رت برخوردار هستند.
این سلولها
توانستند جلوی مرگ و میر نورونها، آستروسیتها و الیگودندروسیتها را
بگیرند و غلاف میلین را حفظ کنند. همچنین به ترمیم آکسونهای قطع شده
کمک کرده و با تمایز به الیگودندروسیت جایگزین سلولهای از دست رفته
شدند.
مطالعات اخیر نشان می دهد که استفاده همزمان از چند روش(سلول درمانی،
ژن درمانی و جلوگیری از پیشرفت ضایعه در نخاع) می تواند به اندازه ای
بهبودی در فرد ایجاد کند که برای او و اطرافیانش رضایت بخش باشد. اما
ترمیم کامل ضایعه نخاعی و برگشت کامل به وضعیت سلامت بسیار دشوار
است. بهترین پاسخ به درمان به روشهای فوق زمانی حاصل می
شود که مدت زیادی از زمان آسیب نگذشته باشد (حداکثر 3 سال) و همچنین
فرد در سنین جوانی (کمتر از 30 سالگی) باشد. هر چه زمان بیشتری از بروز
حادثه و آسیب گذشته باشد و یا سن فرد بالا رفته باشد به دلیل پیشرفت
ضایعه و بروز مسائل جدید که به معلولیتهای ثانویه منجر می شوند احتمال
موفقیت را کمتر می کند.
منابع:
1. Goshgarian H. Anatomy and Function of the Spinal Cord. In: Lin V,
editor. Spinal cord medicine: principles and practice. New York:
Demos Medical Publishing; 2003. p. 15-34.
2. DeVivo M. Epidemiology of Spinal Cord Injury. In: Lin V, editor.
Spinal cord medicine : principles and practice. New York: Demos
Medical Publishing; 2003. p. 79-86.
3. جوادی م. پایش سلامت جانبازان نخاعی. In: حسن عز, editor. چهارمين
كنگره سراسري ضايعات نخاعي; خرداد; تهران: پژوهشکده مهندسی و علوم
پزشکی جانبازان; 1386.
4. Sie I, Waters R. Outcomes Following Spinal Cord Injury. In: Lin
V, editor. Spinal cord medicine : principles and practice. New York:
Demos Medical Publishing; 2003. p. 87-103.
5. Kostyk S, Popovich P, Stokes B. Mechanisms and Natural History of
Spinal Cord Injury. In: Lin V, editor. Spinal cord medicine :
principles and practice. New York: Demos Medical Publishing; 2003.
p. 765-76.
6. Oudega M, Moon L, de Almeida Leme R. Schwann cells for spinal
cord repair. Braz J Med Biol Res. 2005;38(6):825-35.
7. Moreno-Manzano V, Rodríguez-Jiménez F, García-Roselló M, Laínez
S, Erceg S, Calvo M, et al. Activated spinal cord ependymal stem
cells rescue neurological function. Stem Cells. 2009;27(3):733-43.
8. Maier I, Schwab M. Sprouting, regeneration and circuit formation
in the injured spinal cord: factors and activity. Philos Trans R Soc
Lond B Biol Sci. 2006;361(1473):1611-34.
9. Keirstead H, Steward O. Recent Advances in Neural Regeneration.
In: Lin V, editor. Spinal cord medicine : principles and practice.
New York: Demos Medical Publishing; 2003. p. 785-800.
10. Mackay-Sim A. Olfactory ensheathing cells and spinal cord
repair. Keio J Med. 2005;54(1):8-14.
11. Goldman S, Windrem M. Cell replacement therapy in neurological
disease. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2006;361(1473):1463-75.
12. Bunge M. Novel Combination Strategies to Repair the Injured
Mammalian Spinal Cord. J Spinal Cord Med. 2008;31:262–9.
13. Coutts M, Keirstead H. Stem cells for the treatment of spinal
cord injury. Exp Neurol. 2008;209(2):368-77.
14. Tewarie R, Hurtado A, Bartles R, Grotenhuis A, Oudega M. Stem
Cell–Based Therapies for Spinal Cord Injury. J Spinal Cord Med.
2009;32(2):105-14.
15. Blits B, Kitay B, Farahvar A, Caperton C, Dietrich W, Bunge M.
Lentiviral vector-mediated transduction of neural progenitor cells
before implantation into injured spinal cord and brain to detect
their migration, deliver neurotrophic factors and repair tissue.
Restor Neurol Neurosci. 2005;23:313-24.
16. Tang X, Cai P, Lin Y, Oudega M, Blits B, Xu L, et al. Genetic
engineering neural stem cell modified by lentivirus for repair of
spinal cord injury in rats. Chin Med Sci J. 2006;21:120-4.
17. Phillips M, Tang Y. Genetic Modification of Stem Cells for
Transplantation. Adv Drug Deliv Rev. 2008;60(2):160-72.
18. Curinga G, GM S. Molecular/genetic manipulation of extrinsic
axon guidance factors for CNS repair and regeneration. Exp Neurol.
2008;209(2):333-42.
19. Lim P, Tow A. Recovery and Regeneration after Spinal Cord
Injury: A Review and Summary of Recent Literature. Ann Acad Med
Singapore. 2007;36:49-57.
20. Hannila S, Filbin M. The role of cyclic AMP signaling in
promoting axonal regeneration after spinal cord injury. Exp Neurol.
2008;209(2):321-32.
21. Louro J, Pearse D. Stem and progenitor cell therapies: recent
progress for spinal cord injury repair. Neurol Res. 2008;30(1):5-16.
22. Huang E, Reichardt L. Neurotrophins: roles in neural development
and function. Annu Rev Neurosci. 2001;24:677-736.
23. Kerr D, Lladó J, Shamblott M, Maragakis N, Irani D, Crawford T,
et al. Human embryonic germ cell derivatives facilitate motor
recovery of rats with diffuse motor neuron injury. J Neurosci.
2003;23(12):5131-40.
24. Cao F, Feng S. Human umbilical cord mesenchymal stem cells and
the treatment of spinal cord injury. Chin Med J. 2009;122(2):225-31.
25. Hofstetter C, Holmstrom N, Lilja J, Schweinhardt P, Hao J,
Spenger C, et al. Allodynia limits the usefulness of intraspinal
neural stem cell grafts; directed differentiation improves outcome.
Nat Neurosci. 2005;8:346–53.
26. Schwartz P, Brick D, Stover A, Loring G, Muller F.
Differentiation of Neural Lineage Cells from Human Pluripotent Stem
Cells. Methods. 2008;45(2):142–58.
27. Lee H, Shamy G, Elkabets Y, Schofield C, Harrison N,
Panagiotakos G, et al. Directed Differentiation and Transplantation
of Human Embryonic Stem Cell-Derived Motoneurons. Stem Cells.
2007;25:1931–9.
28. Erceg S, Laınez S, Ronaghi M, Stojkovic P, Pe´rez-Arago´ M,
Moreno-Manzano V, et al. Differentiation of Human Embryonic Stem
Cells to Regional Specific Neural Precursors in Chemically Defined
Medium Conditions. PLoS ONE. 2008;3(5):e2122.
29. Hu B, Zhang S. Differentiation of spinal motor neurons from
pluripotent human stem cells. Nature Protocols. 2009;4(9):1295-304.
30. Li X, Hu B, Jones S, zHANG Y, La Vaute T, Du Z, et al. Directed
differentiation of ventral spinal progenitors and motor neurons from
human embryonic stem cells by small molecules. Stem Cells.
2008;26:886 – 93.
31. Wada T, Honda M, Minami I, Tooi N, Amagai Y, Nakatsuji N, et al.
Highly Efficient Differentiation and Enrichment of Spinal Motor
Neurons Derived from Human and Monkey Embryonic Stem Cells. PLoS
ONE. 2009;4(8):e6722.
32. Bréjot T, Blanchard S, Hocquemiller M, Haase G, Liu S, Nosjean
A, et al. Forced expression of the motor neuron determinant HB9 in
neural stem cells affects neurogenesis. Exp Neurol.
2006;198(1):167-82.
33. Bohl D, Liu S, Blanchard S, Hocquemiller M, Haase G, Heard J.
Directed evolution of motor neurons from genetically engineered
neural precursors. Stem Cells. 2008;26:2564–75.
34. Akiyama Y, Radtke C, Kocsis JD. Remyelination of the rat spinal
cord by transplantation of identified bone marrow stromal cells. J
Neurosci. 2002;22:6623-30.
35. Ankeny D, McTigue D, Jakeman L. Bone marrow transplants provide
tissue protection and directional guidance for axons after contusive
spinal cord injury in rats. Exp Neurol. 2004;190(1):17-31.
36. Hofstetter C, Schwartz E, Hess D, Widenfalk J, El Manira A,
Prockop DJ, et al. Marrow stromal cells form guiding strands in the
injured spinal cord and promote recovery. Proc Natl Acad Sci USA.
2002;99:2199-204.
37. Ohta M, Suzuki Y, Noda T, al e. Bone marrow stromal cells
infused into the cerebrospinal fluid promote functional recovery of
the injured rat spinal cord with reduced cavity formation
Experimental Neurology. 2004 187:266– 78.
38. Wu S, Suzuki Y, Ejiri Y, Noda T, Bai H, Kitada M, et al. Bone
marrow stromal cells enhance differentiation of cocultured
neurosphere cells and promote regeneration of injured spinal cord. J
Neurosci Res. 2003;72:343-51.
39. Low C, Liou Y, Tang B. Neural differentiation and potential use
of stem cells from the human umbilical cord for central nervous
system transplantation therapy. J Neurosci Res. 2008;86(8):1670-9.
40. Dasari V, Spomar D, Gondi C, Sloffer C, Gujrati M, Rao G, et al.
Axonal Remyelination by Cord Blood Stem Cells after Spinal Cord
Injury. J Neurotrauma. 2007;24(2):391–410.
41. Lim J, Park S, Oh J, Kim S, Jeong C, Jun J, et al. Brain-derived
neurotrophic factor stimulates the neural differentiation of human
umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells and survival of
differentiated cells through MAPK/ERK and PI3K/Akt-dependent
signaling pathways. J Neurosci Res. 2008;86(10):2168-78.
42. Gronthos S, Mankani M, Brahim Jea. Postnatal human dental pulp
stem cells (DPSCs) in vitro and in vivo. Proc Natl Acad Sci USA
2000;97:13625-30
43. Gronthos S, Brahim J, Li W, Fisher L, Cherman N, Boyde A, et al.
Stem cell properties of human dental pulp stem cells. J Dent Res.
2002;81(8):531-5.
44. Arthur A, Rychkov G, Shi S, Koblar S, Gronthos S. Adult human
dental pulp stem cells differentiate toward functionally active
neurons under appropriate environmental cues. Stem Cells.
2008;26(7):1787-95.
45. Arthur A, Shi S, Zannettino A, Fujii N, Gronthos S, Koblar S.
Implanted adult human dental pulp stem cells induce endogenous axon
guidance. Stem Cells. 2009;27(9):2229-37.
46. Huang A, Snyder B, Cheng P, Chan A. Putative dental pulp-derived
stem/stromal cells promote proliferation and differentiation of
endogenous neural cells in the hippocampus of mice. Stem Cells.
2008;26(10):2654-63.
47. Király M, Porcsalmy B, Pataki A, Kádár K, Jelitai M, Molnár B,
et al. Simultaneous PKC and cAMP activation induces differentiation
of human dental pulp stem cells into functionally active neurons.
Neurochem Int. 2009;55(5):323-32.
48. Sakai K, Yamamoto A, Matsubara K et al. Human dental
pulp-derived stem cells promote locomotor recovery after complete
transection of the rat spinal cord by multiple neuro-regenerative
mechanisms. J Clin Invest. 2012 Jan 3;122(1):80-90.
|
|